Dinámicas de fotoinhibición y reorganización pigmentaria bajo ciclos de luz/oscuridad como mecanismos de fotoprotección en Porphyra umbilicales frente a los efectos dañinos de la radiación ultravioleta
DOI:
https://doi.org/10.3989/scimar.2008.72n187Palabras clave:
absorptancia, ciclos de luz/oscuridad, fluorescencia de la clorofila, fotosíntesis, radiación ultravioleta, tolerancia al estrésResumen
Talos del alga roja Porphyra umbilicales L. Kutzing fueron cultivados bajo diferentes condiciones espectrales de radiación ultravioleta en condiciones de ciclos de luz/oscuridad de 12 horas y bajo luz continua. El rendimiento cuántico óptimo (Fv /Fm), estimado a través de la fluorescencia de la clorofila a del fotosistema II, evolucionó con oscilaciones en los ciclos de luz/oscuridad, con valores máximos al final de cada fase de luz seguida de valores bajos a lo largo de la fase de oscuridad. Los cultivos iluminados bajo radiación fotosintéticamente activa (PAR)+UV-A y la PAR+UV-A+UV-B disminuyeron los valores de la relación (Fv /Fm) respecto a los cultivos bajo PAR. Los cultivos bajo radiación UV provocaron además una caída, durante la fase de luz, tanto de la pendiente inicial como de los valores máximos de la tasa de transporte electrónico (ETR) estimados a partir de las curvas ETR vs. irradiancia. En el caso de los cultivos bajo PAR + UV-A la recuperación de los valores fotosintéticos fue casi completa durante la fase de oscuridad. Dicho tratamiento no afectó a la producción fotosintética de O2 mientras que el cultivo bajo PAR+UV-A+UV-B disminuyó significativamente dicha tasa, la cual recuperó los valores iniciales tras 48 h de cultivo. No se observaron cambios en el contenido total de los pigmentos fotosintéticos. No obstante, los ciclos de luz/oscuridad afectaron tanto a la absorptancia de los talos como a los valores de corte transversal in vivo en el rango del PAR (400-700 podría implicar un papel clave en el mantenimiento de la actividad fotosintética del alga. En cambio, el cultivo de los talos en luz continua bajo los tratamientos de radiación UV-A y UV-B provocó una disminución del rendimiento cuántico óptimo, de la eficiencia del ETR y de la tasa fotosintética por producción de oxígeno durante las primeras 36 h llegando a valores del 30% de los valores iniciales. Por tanto, diferentes mecanismos están implicados en la protección frente al estrés por radiación ultravioleta en P. umbilicales; un mecanismo de fotoinhibición dinámica cuando el UV-A se combina con el PAR, el cual es seguido por una recuperación completa de los parámetros fotosintéticos durante la posterior fase de oscuridad, y una fotoinhibición más patente en el caso del cultivo bajo UV-B, la cual se recupera sólo parcialmente tras un período largo. En ambos casos, la reorganización de los pigmentos fotosintéticos juega un papel fundamental en dicha recuperación.
Descargas
Citas
Aguilera, J., F.L. Figueroa and F.X. Niell. – 1997. Photocontrol of short-term growth in Porphyra leucosticta (Rhodophyta). Eur. J. Phycol., 32: 417-424. doi:10.1080/09670269710001737359
Aguilera, J., U. Karsten, H. Lippert, B. Vögele, E. Philipp, D. Hanelt and C. Wiencke. –1999a. Effects of solar radiation on growth, photosynthesis and respiration of marine macroalgae from the Arctic. Mar. Ecol. Prog. Ser., 191: 109-119. doi:10.3354/meps191109
Aguilera, J., C. Jiménez, F.L. Figueroa, M. Lebert and D.P. Häder. – 1999b. Effect of ultraviolet radiation on thallus absorption and photosynthetic pigments in the red alga Porphyra umbilicalis. J. Photochem. Photobiol. B:Biol., 48: 75-82.
Agustí, S.S. Enríquez, H. Frost-Christensen, K. San-Jensen and C.M. Duarte. – 1994. Light harvesting among photosynthetic organisms. Fuction. Ecol., 8: 1-9.
Anderson, B., A.H. Salter, Y. Virgin, Y. Vass and S. Styring. – 1992. Photodamage to photosystem II-primary and secondary events. J. Photochem. Photobiol. B: Biol., 15: 15-21. doi:10.1016/1011-1344(92)87003-R
Aro, E.M., Y. Virgin and B. Anderson. – 1993. Photoinhibition of photosynthesis. II. Inactivation, protein damage and turnover. Biochim. Biophys. Acta, 1143: 113-134. doi:10.1016/0005-2728(93)90134-2
Berner T., Z. Dubinsky, K. Wyman and P. Falkowski. – 1989. Photoadaptation and the “package” effect in Dunaliella tertiolecta (Chlorophyceae). J. Phycol., 25: 70-78. doi:10.1111/j.0022-3646.1989.00070.x
Caldwell M.M. – 1971. Solar UV irradiation and the growth and development of higher plants. In: A.C. Giese (ed.). Photophysiology, 6: 131-177.
Coutinho, R. and R Zingmark. – 1987. Diurnal photosynthetic responses to light by macroalgae. J. Phycol., 23: 336-343. doi:10.1111/j.1529-8817.1987.tb04142.x
Cuhel, R.L., B.P. Ortner and D.R.S. Lean. – 1984. Night Synthesis of Protein by Algae. Limnol. Oceanogr., 29: 731-744.
Demming-Adams, B. and W. Adams. – 1992. Photoprotection and other responses of plants to high light stress. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 43: 599-626. doi:10.1146/annurev.pp.43.060192.003123
Figueroa, F.L., S. Salles, J. Aguilera, C. Jiménez, J. Mercado, B. Viñegla, A. Flores and M. Altamirano. – 1997. Effects of solar radiation on photoinhibition and pigmentation in the red alga Porphyra leucosticta. Mar. Ecol. Prog. Ser., 151: 81-90. doi:10.3354/meps151081
Genty, B., J.-M. Briantais and N.R. Baker. –1989. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochem. Biophys. Acta, 990: 87-92.
Häder, D.P. and F.L. Figueroa. –1997. Photoecophysiology of marine macroalgae. Photochem. Photobiol., 66: 1-14. doi:10.1111/j.1751-1097.1997.tb03132.x
Häder, D.-P., M. Lebert, J. Mercado, J. Aguilera, S. Salles, A. Flores-Moya, C. Jiménez and F.L. Figueroa. –1996. Photosynthetic oxygen production and PAM fluorescence in the brown alga Padina pavonica (Linnaeus) Lamouroux measured in the field under solar radiation. Mar. Biol., 127: 61-66. doi:10.1007/BF00993644
Häder, D.-P, H.D. Kumar, R.C. Smith and R. C. Worrest. –1998. Effects on aquatic ecosystems. J. Photochem. Photobiol. B: Biol., 46: 53-58. doi:10.1016/S1011-1344(98)00185-7
Häder, D.P., M. Lebert, R.P. Sinha, E.S. Barbieri and W.E. Helbling. – 2002. Role of protective and repair mechanisms in the inhibition of photosynthesis in marine macroalgae. Photochem. Photobiol. Sci. Biol., 1: 809-814. doi:10.1039/b206152j
Häder, D.P., M. Lebert and W. Helbling. – 2004. Variable fluorescence parameters in the filamentous Patagonian rhodophytes, Callithamnion gaudichaudii and Ceramium sp. under solar radiation. J. Photochem. Photobiol. B: Biol., 23: 87-99. doi:10.1016/j.jphotobiol.2003.11.001
Hanelt, D. –1998. Capability of dynamic photoinhibition in Arctic macroalgae is related to their depth distribution. Mar. Biol., 131: 361-369. doi:10.1007/s002270050329
Hanelt, D. and W. Nultsch. – 1990. Daily changes of the phaeoplast arrangement in the brown alga Dictyota dichotoma as studied in field experiments. Mar Ecol. Prog. Ser., 61: 273-279. doi:10.3354/meps061273
Hanelt, D. and W. Nultsch. – 1995. Field studies on photoinhibition show non-correlations between oxygen and fluorescence measurements in the Arctic red alga Palmaria palmata. J. Plant Physiol., 145: 31-38.
Hanelt D., B. Melchersmann, C. Wiencke and W. Nultsch. – 1997. Effects of high light stress on photosynthesis of polar macroalgae in relation to depth distribution. Mar. Ecol. Prog. Ser., 149: 255-266. doi:10.3354/meps149255
Hanelt, D., I. Hawes and R. Rae. – 2006. Reduction of UV-B radiation causes an enhancement of photoinhibition in high light stressed aquatic plants from New Zealand lakes. J. Photochem. Photobiol. B: Biol., 84: 89-102. doi:10.1016/j.jphotobiol.2006.01.013
Herbert, S.K. – 1990. Photoinhibition resistance in the red alga Porphyra perforata. The role of photoinhibition repair. Plant Physiol., 92: 514-519.
Inskeep WP and P.R. Bloom. – 1985. Extinction coefficients of chlorophyll a and b in N,N-dimethylformamide and 80% acetone. Plant Physiol., 77: 483-485.
Jasby, A.D. and T. Platt. –1976. Mathematical formulation of the relationship between photosynthesis and light for phytoplankton. Limnol. Oceanog., 21: 540-545.
Korbee, N., P. Huovinen, F.L. Figueroa, J. Aguilera and U. Karsten. – 2005. Availability of ammonium influences the photosynthesis and the accumulation of MAAs in two Porphyra species (Bangiales, Rhodophyta) from different latitudes. Mar. Biol., 146: 645-654. doi:10.1007/s00227-004-1484-6
Korbee, N., F.L. Figueroa and J. Aguilera. – 2006. Acumulación de aminoácidos tipo micosporina (MAAs): biosíntesis, fotocontrol y funciones ecofisiológicas. Rev. Chil. Hist. Nat., 79: 119-132.
Krause, G.H. and E. Weis. – 1991. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 42: 313-349. doi:10.1146/annurev.pp.42.060191.001525
Lao K. and A.N. Glazer. – 1996. Ultraviolet-B photodestruction of a light-harvesting complex. Proc. Natl. Acad. Sci., 93: 5258-5263. doi:10.1073/pnas.93.11.5258
Mata, L., J. Silva, A. Schuenhoff and R. Santos. – 2006. The effects of light and temperature on the photosynthesis of the Asparagopsis armata tetrasporophyte (Falkenbergia rufolanosa), cultivated in tanks. Aquaculture, 252: 12-19. doi:10.1016/j.aquaculture.2005.11.045
Mercado, J.M., C. Jiménez, F.X. Niell and F.L. Figueroa. – 1996. Comparison of methods for measuring light absorption by algae and their application to the estimation of the package effect. Sci. Mar., 60(Suppl. 1): 39-45.
Misonou, T., J.Saitoh, S. Oshiba, Y. Tokimoto, M. Maegawa, Y. Inoue, H. Hori and T. Sakurai. – 2002. UV-absorbing susbstance in the red alga Porphyra yezoensis (Bangiales, Rhodophyta) block Thymine photodumer production. Mar. Biotechnol., 5: 194-200. doi:10.1007/s10126-002-0065-2
Necci, O. Jr. – 2005. Light-related photosynthetic characteristics of freshwater rhodophytes. Aquat. Bot., 3: 193-209.
Nultsch, W and J. Pfau. – 1979. Occurrence and biological role of light-induced chromatophore displacement in seaweeds. Mar. Biol., 51: 77-82. doi:10.1007/BF00389033
Öquist, G., W.S. Chow and J.M. Anderson. –1992. Photoinhibition of photosynthesis represents a mechanism for the long-term regulation of photosystem II. Planta, 186: 450-468.
Osmond, C.B. – 1994. What is photoinhibition? Some insights from comparisons of shade and sun plants. In: N.R. Baker and N.R. Bowyer (eds.). Photoinhibition of photosynthesis, from the molecular mechanisms to the field, pp. 1-24. BIOS Scientific Publ., Oxford.
Ramus, J. and G. Rosenberg. – 1980. Diurnal photosynthetic performance of seaweeds measured under natural conditions. Mar. Biol., 56: 21-28. doi:10.1007/BF00390590
Rijstenbil J.W., S.M. Coelho and M. Eijsackers. – 2000. A method for the assessment of light-induced oxidative stress in embryos of fucoid algae via confocal laserscan microscopy. Mar. Biol., 137: 763-774 doi:10.1007/s002270000443
Roleda, M.Y., W.H. van de Poll, D. Hanelt and C. Wiencke. – 2004. PAR and UVBR effects on photosynthesis, viability growth and DNA in different life stages of two coexisting Gigartinales: implications for recruitment and zonation pattern. Mar. Ecol. Progr. Ser. 281: 37-50. doi:10.3354/meps281037
Roleda, M.Y., W.H. van de Poll, D. Hanelt and C. Wiencke. – 2006. Growth and DNA damage in young Laminaria sporophytes exposed to ultraviolet radiation: implications for depth zonation of kelps of Helgoland (North Sea). Mar. Biol., 148: 1210-1211. doi:10.1007/s00227-005-0169-0
Ruban, A.V., J.Y. Andrew and P. Horton. –1993. Induction of nonphotochemical energy dissipation and absorbance changes in leaves. Plant Physiol., 102: 741-750.
Schreiber, U., W. Bilger and C. Neubauer. – 1994. Chlorophyll fluorescence as a nonintrusive indicator for rapid assessment of in vivo photosynthesis. In: D.E. Schulze and M.M. Caldwell (eds.). Ecophysiology of Photosynthesis. Ecological Study., Vol. 100. pp. 49-70. Springer Verlag, Berlin.
Setlow, R.B. – 1974. The wavelengths of sunlight effective in producing skin cancer: a theoretical analysis. Proc Natl. Acad. Sci. USA, 71, 3363-3366. doi:10.1073/pnas.71.9.3363
Sokal, P.R. and F.J. Rohlf. – 1995. Biometry, 3rd edn. Freeman, New York.
Van de Poll, W.H., A. Eqqert, A.G.J. Buma and A. M. Breeman. – 2001. Effects of UV-B induced DNA damage and photoinhibition on growth of temperate marine red macrophytes: habitatrelated differences in UV-B tolerance. J. Phycol. 37: 30-37. doi:10.1046/j.1529-8817.2001.037001030.x
Van de Poll, W.H., D. Hanelt, K. Hoyer, A.G.J. Buma and A.M. Breeman. – 2002. Ultraviolet-B indiced cyclobutane-pyrimidine dimer formation and repair in arctic marine macrophytres. Photochem. Photobiol., 76: 493-500. doi:10.1562/0031-8655(2002)076<0493:UBICPD>2.0.CO;2
Zacher, K., M.Y. Roleda, D. Hanelt and C. Wiencke. – 2007. UV effects on photosynthesis and DNA in propagules of three different Antarctic seaweeds (Adenocystis utricularis, Monostroma hariotii and Porphyra endiviifolium). Planta, 225: 1505-1516. doi:10.1007/s00425-006-0436-4
Descargas
Publicado
Cómo citar
Número
Sección
Licencia
Derechos de autor 2008 Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC)

Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución 4.0.
© CSIC. Los originales publicados en las ediciones impresa y electrónica de esta Revista son propiedad del Consejo Superior de Investigaciones Científicas, siendo necesario citar la procedencia en cualquier reproducción parcial o total.Salvo indicación contraria, todos los contenidos de la edición electrónica se distribuyen bajo una licencia de uso y distribución “Creative Commons Reconocimiento 4.0 Internacional ” (CC BY 4.0). Puede consultar desde aquí la versión informativa y el texto legal de la licencia. Esta circunstancia ha de hacerse constar expresamente de esta forma cuando sea necesario.
No se autoriza el depósito en repositorios, páginas web personales o similares de cualquier otra versión distinta a la publicada por el editor.